PRÁCTICA 6: HEMATOCRITO

FUNDAMENTO

Se llama hematocrito al volumen que ocupan los hematíes con respecto al volumen total de sangre. Se expresa en %, es decir, cm3 o ml de hematíes que hay en 100 cm3 de sangre.
Al centrifugar sangre total las partículas pesadas que se depositan en el fondo son los hematíes, sobre estos se depositan partículas más ligeras como los leucocitos y las plaquetas y por último en la parte superior del tubo se encuentra el plasma. De esta manera, se originan unas bandas de sedimentación observables a simple vista. La lectura debe hacerse sobre la parte superior de los hematíes y evitar el resto de célula , sobre todo en caso de aumento de leucocitos y plaquetas.

MATERIAL

- CAPILAR DESECHABLE DE 7 CM DE LONGITUD Y 1 MM DE DIÁMETRO INTERNO CON HEPARINA.
- LANCETA
- CENTRIFUGA DE MICROHEMATOCRITO
- PLASTILINA
- GASAS
- LECTOR DE MICROHEMATOCRITO Y EN SU DEFECTO UNA REGLA MILIMETRADA

TÉCNICA

- Con la lanceta puncionar en un dedo, previamente desinfectado con alcohol y masajeando. Ponemos el tubo capilar en contacto con la sangre hasta que se llene por capilaridad 3/4 partes y despúes hacemos lo mismo con un 2º tubo y la misma sangre, ya que la determinación se realiza por duplicado. El tubo capilar utilizado será el que tenga la franja de color rojo, pues es el que contiene heparina y la necesitamos pues la sangre utilizada es capilar. Si la muestra que utilizamos es venosa el capilar será sin heparina.

- Taponar los capilares por el extremo más próximo a la sangre con plastilina.

- Colocar los dos tubos en posición opuesta en los surcos radiales del plato de la centrífuga, de forma que el estremo sellado con plastilina quede en la parte exterior.

- Cerramos la tapa, ajustamos la velocidad a 15.000 r.p.m durante 5'.







- La capa de color gris que aparece ente los hematíes y el plasma está formada por leucocitos y plaquetas. La aparición de un plasma de color naranja o verdoso sugiere un aumento de la bilirrubina en sangre, mientras que si el color es rojo sugiere la presencia de hemoglobina.










- Realizar la lectura mediante lector de microhematocrito y con una regla milimetrada.

MEDIANTE LECTOR DE HEMATOCRITO

Situar el hematocrito en la ranura, con la columna de eritrocitos hacia el punto rojo.
 Girar el disco central hasta hacer coincidir:
- La línea más alejada del punto rojo con el final de la columna de plasma.
- La línea más cercana del punto rojo con el inicio de la columna de eritrocitos.
- La línea central, con la interfase de separación presente entre el plasma y los eritrocitos.
- Leer en la escala inferior, el valor del hematocrito.



MEDIANTE UNA REGLA MILIMETRADA

Colocar el capilar del hematocrito al lado de la regla y medir los mm de eritrocitos, medir lo que ocupan en total los eritrocitos y el plasma.
Calcular el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos , mediante una regla de tres:

Hematocrito(%) = L2/L1 x  100




RESULTADOS

- Aspecto del plasma.

Al realizar todos los pasos establecidos anteriormente se observa una tono casi marrón del plasma debido a la muestra de sangre empleada ( sangre muy caducada)

- Medición con la regla.

Columna total 50 mm.
Columna eritrocitos 6 mm.

Hematocrito(%) = 6/50 x 100 = 12%

Como podemos observar el valor obtenido está muy por debajo de la media establecida debido a la sangre que hemos empleado por lo tanto este valor es normal teniéndo en cuenta el estado de ésta.

PRÁCTICA 5 : OBSERVACIÓN AL MICROSCOPIO DE CÁMARA DE RECUENTO

FUNDAMENTO

El objetivo de esta práctica es manejar las cámaras de recuento. Aprender a enfocarla con facilidad, y una vez conseguido, desplazarse por ellas con habilidad.

CÁMARA DE NEUBAEUR.

La placa base en vidrio óptico especial tiene el tamaño de un portaobjetos. Las ranuras fresadas en la superficie de la placa base la dividen en dos zonas anchas exteriores y 3 campos pequeños interiores. A diferencia de las zonas exteriores, que se utilizan para rotulación, los campos interiores están esmerilados y pulidos. En el campo central (= fondo cámara) están grabadas dos cuadrículas de recuento separadas una de otra por una ranura. El fondo de la cámara del campo central es usualmente 0,1 mm más bajo (= profundidad cámara) que ambos campos adyacentes. Entre campo central y cubreobjetos ya colocado existe por tanto una ranura de 0,1 mm. La limitación lateral del volumen a contar se forma mediante las superficies imaginadas por la proyección vertical sobre las líneas exteriores de la cuadrícula de recuento.

MATERIAL

- Microscopio
- Cámara de recuento de NEUBAUER
- Cubrecámaras
- Papel milimetrado o cuadriculado.

TÉCNICA

1.) Enfocar con el microscopio el retículo de la cámara de recuento y dibujar en el papel milimetrado el retículo de la cámara.
- Primero con el objetivo de pequeño aumento 4X.
- Luego con el de mediano aumento 10X.
- Después con el objetivo de gran aumento 40X.

2.) Con objetivo de 40X enfoca los cuadros señalados.

3.) Enfocar, con el objetivo de 10X, uno de los cuadrados grandes situados en las cuatro esquinas del retículo.

- Contar el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande periférico: 16 cuadrados.
- Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3mm, calcular:

        - La longitud de los lados de cada cuadrado grande periférico: 1 mm.

        - La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos englobados en un cuadrado               periférico: 0.25 mm.

4.) Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0.1mm, calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento montada, a nivel de :

- El retículo entero:

volumen= 3 x 3 x 0.1 = 0.9 mm3.

- Un cuadrado grande periférico: v= 1 x 1 x 0.1; v = 0.1mm3.

- Un cuadrado mediano incluido en un cuadrado grande periférico: 0.1 x 0.1 x 0.1; v = 0.001mm3

5.) Enfocar, con el objetivo de 10X, el cuadrado grande central.

- Contar el número de cuadrados medianos: 25 cuadros medianos.

- Contar el número de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos: 16 cuadrados pequeños.

6.) Tenindo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3 mm, calcular:

- La longitud de los lados del cuadrado central: longitud = lado x lado; lado = 1 x 1 = 1 mm2.

- La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos incluidos en el cuadrado grande central: longitud =  0.2 x 0.2; longitud = 0.04 mm2.

7.) Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0.1mm, calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento montada, a nivel de : 

- El cuadro grande central: v= 1 x 1 x 0.1; v = 0.1 mm3.

- Un cuadro mediano englobado en el cuadrado grande central: v = 0.2 x 0.2 x 0.1; v = 0.004 mm3.

- Un cuadrado pequeño incluido en uno de esos cuadrados medianos: v = 0.05 x 0.05 x 0.1;

 v = 0.00025 mm3.

PRÁCTICA 3: OBSERVACIÓN DE PREPARACIONES EN FRESCO Y FIJADAS AL MICROSCOPIO

OBJETIVO

- Iniciarse en la técnicas de realización de preparaciones microscópicas.

- Mejorar la destreza en el manejo del microscopio.

MATERIAL

- MICROSCOPIO

- PORTAOBJETOS

- SOPORTE DE TINCIONES

- CUBREOBJETOS

- MECHERO DE GAS O ALCOHOL

- CUENTAGOTAS

- PALILLOS 

- AZUL DE METILENO U OTRO COLORANTE

- PREPARACIONES MICROSCÓPICAS

- ACEITE DE INMERSIÓN

- PAPEL DE FILTRO

ACTIVIDADES A REALIZAR

1. Observación de preparaciones microscópicas con objetivos secos y de inmersión. Después de tener enfocado dibuja lo observado o bien toma una fotografía.

2. Observación de una preparación en fresco.

- OBSERVACIÓN EN FRESCO DE UNA MUESTRA DE SANGRE.

1.) Depositamos una gota de sangre sobre un portaobjetos.

2.) Colocar el cubreobjetos permitiendo que la sangre se extienda por capilaridad.

3.) Sellar la preparación y observar al microscopio. Comenzando por el objetivo de menor aumento y condensador bajo.

 OBSERVACIÓN:

Observamos una muestra de sangre y podemos apreciar claramente la forma ovalada de los glóbulos rojos y por otro lado los glóbulos blancos, y el continuo movimiento de estos en pilas.

- COLORACIÓN VITAL.

1.) Depositamos 2 gotas de sangre y dos gotas de colorante ( proporción 1:1) y aspiramos con una pipeta Pasteur.

2.) Depositamos en un tubo de hemólisis y tapamos con parafilm.

3.) Dejamos en reposo a temperatura ambiente durante 10 minutos.

4.) Al cabo de este tiempo aspiramos una o dos gotas de la mezcla y depositamos sobre un porta.

5. Cubrimos con un cubreobjetos y sellamos con laca de uñas o con el sellador histológico.

6.) Observamos al microscopio con objetivo 40X y condensador bajo.

OBSERVACIÓN:

Al realizar el frotis con sangre y teñirlo, se observa a través del microscopio perfectamente teñidos los laterales de los glóbulos blancos y de este modo se aprecia con claridad el núcleo de los glóbulos blancos, diferenciándose los distintos tipos; basófilos, neutrófilos y eosinófilos.

3. OBSERVACIÓN DE CÉLULAS EPITELIALES DE LA BOCA

1.) Raspa la cara interior de la mejilla del labio inferior con una espátula o palillo de madera de borde romo. Descarta el depósito mucoso obtenido y raspa nuevamente el mismo lugar.

2.) Extiende el raspado sobre un portaobjetos. 

3.) Fije el preparado con una gota de metanol 95%.

4.) Seca el frotis al aire.

5.) Tiñe con azu de metileno o hematoxilina.

6.) Lava con agua del grifo.

7.) Deja secar al aire. 

8.) Observa con el microscopio utilizando objetivo 40X y 100X.

OBSERVACIÓN:

Al realizar todos los pasos anteriormente citados se observa al microscopio células de gran tamaño con núcleo más oscuro y el resto de la célula tiene un tono más claro con pequeñas granulaciones. 

PRÁCTICA 2: MANEJO DEL MICROSCOPIO

PRÁCTICA 2: MANEJO DEL MICROSCOPIO

MATERIAL

⦁ Microscopio.
⦁ Portaobjetos.
⦁ Papel cuadriculado.
⦁ Cinta transparente.

PROCEDIMIENTO

-Calcular el aumento obtenido con el uso combinado de los oculares y cada uno de los objetivos. Anotar los resultados en el cuadro siguiente.

AUMENTO OCULARES       A.OBJETIVOS      A. TOTAL            AN DE CADA OBJETIVO
10X                                                    4X                    40X                                       0,1
10X                                                  10X                  100X                                     0,25
10X                                                  40X                  400X                                     0,65
10X                                                100X                1000X                                     1,25


-Recortar un trozo de papel cuadriculado del tamaño de un portaobjetos.

-Dibujar, en la porción media del trozo de papel, un signo +, con 2 trazos de 4 cuadrados cada uno.
 Escribir, lo más pequeño posible:
 Una letra D, en el extremo derecho del signo más.
 Unas letras IZ, en el extremo izquierdo del signo más.
 Una letra S, en el extremo superior del signo más.
 Unas letras IN, en el extremo inferior del signo más.

⦁ Fija el trozo del papel al portaobjetos mediante una tira de cinta adhesiva, sitúa el portaobjetos, con la tira de papel hacia arriba, en la platina del microscopio.

⦁ Enfocar la zona central del signo más, con cada uno de los objetivos, excepto con el de inmersión comenzando por el de menor aumento. Enfoca la zona central del signo +.

⦁ Mirando por los oculares y utilizando los tornillos de desplazamiento.

                Desplaza el campo hacia la derecha.        ¿Que letras observas? Una d invertida.
                Desplaza el campo hacia la izquierda.      ¿Que letras observas? Iz invertida
                Desplaza el campo hacia arriba.               ¿Que letras observas? Sentido contrario
                Desplaza el campo hacia abajo.                ¿Que letras observas? Se desenfoca.
     

⦁ ¿ Que consecuencia se extrae de los resultados obtenidos?

    Que al mirar se ven las letras invertidas y cuando voy  hacia arriba va en sentido contrario.

⦁ Enfocar sucesivamente, con el objetivo de menor aumento, las letras rotuladas alrededor del signo más. Fijándose en las escalas longitudinales y transversal de la platina, anota la posición excta de cada una de esas letras. Anota los resultados:


LETRAS      C. LONGITUDINALES    C. TRANSVERSALES

D                             11,5                                56,7                               
IZ                            11,4                                 29                                                
S                              23,4                                 44                                                       
IN                             0,4                                  44,2                                        

- Quita el portaobjetos y mueve la platina. Volver a poner el portaobjetos en la platina, situando las escalas en las posiciones previamente establecidas, localizar directamente cada una de las letras, sin necesidad de barrer visualmente la tira de papel.

1.) Enfoca la tira de papel con cada uno de los objetivos excepto el de inmersión. ¿ Cuál es el área del campo observado. ¿ Cuántos cuadros observas? ¿ Con que objetivo se observa mas campo de la muestra?
6 cuadrados 4X ; área = 6 mm
No se ve ningún cuadrado completo. 10X
Punto donde se cruzan las líneas de los cuadrados. 40X

2.)  Recorta  otro trozo de papel y dibuja un trazado sinuoso por toda el área. Utilizando los tornillos de desplazamiento recorre la trayectoria utilizando los distintos objetivos excepto el de inmersión.
3.)  Haz un punto lo más pequeño posible en el papel. Cambiaros los portaobjetos y localizar el punto dibujado por los compañeros.

- Nombra los componentes del microscopio óptico.
Oculares, tubo, revolver, brazo, objetivos, tornillo macrométrico y micrométrico, platina, condensador, pie y fuente de iluminacion.

PRÁCTICA 1: PARTE 3 Y 4

PRÁCTICA 1.1: DETERMINACIÓN DE LA ACIDEZ TOTAL DE UN VINAGRE.

FÓRMULA

CH3COOH+NaOH↔CH3COO˗+ H2O+Na˖

MATERIAL
Balanza, bureta, pipetas aforadas de 10ml, 2 matraces Erlenmeyer de 250ml, probeta de 100ml, 2 vasos de precipitado de 50 y 400ml y 1 matraz aforado.

REACTIVOS

- Indicador fenolftaleína ( disolución alcohólica al 0,2% (p/v) ). Indicador pH básico.
- Disolución valorada de hidróxido sódico 0,500N.
- Etanol 95º.

PROCEDIMIENTO

1.) Preparamos la fenolftaleína y para ello pesamos 0,2g de esta y la disolvemos con etanol en un matraz aforado de 100ml hasta enrrasar.

2.) Por otro lado pesamos 10g de NaOH para 500ml de disolución y lo disolvemos en un vaso de precipitado de 400ml. Todo esto lo pasamos a un matraz aforado de 500ml y se completa con agua destilada hasta obtener el volumen.

3.) Medimos 10 ml de vinagre y le añadimos unos 100ml de agua destilada, previamente lo pasamos a un Erlenmeyer limpio de 250ml. A continuación una vez diluídos el vinagre, llenamos una bureta de 25-50ml con la disolución de NaOH al 0,5N.

4.)Añadimos 6 gotas de fenolftaleína a la disolución de vinagre, colocamos el matraz bajo la bureta y vamos añadiéndo gota a gota la disolución de NaOH, agitando sin parar. 
5.)Esto lo realizamos hasta conseguir que se neutralice el vinagre y esto se producirá cuando la disolución de vinagre vire a un color rosa.

6.)Lo volvemos a realizar unas dos veces y finalmente los tres intentos no deben variar más de un 1%. Finalmente calculamos la acidez total o grado acético mediante el siguiente cálculo:
 Acidez total= V*10*0,0300

OBSERVACIÓN

Al realizar tres veces el ensayo los resultados obtenidos son los siguientes:

V→ volumen de disolución de sosa consumida: 22,6ml.

Acidez total= 22,6*10*0,0300; Acidez total= 6,78

Y por otro lado podemos observar en la imágen las tres tonalidades que obtenemos al realizar el ensayo. Aún con esa pequeña diferencia el volumen utilizado es el mismo en los tres ensayos para neutralizar el ácido.

PRÁCTICA 1 : SEGUNDA ACTIVIDAD

Mediciones de volumen.

1. Medir 10ml de agua con una pipeta graduada y colocarlos en un tubo de ensayo.

MATERIAL

Pipeta graduada y tubo de ensayo.

OBSERVACIÓN

Al medir con la pipeta 10ml de agua y depositarlos en un tubo de ensayo observamos como varía el volumen de un material a otro.

2. Medir ml de agua con una pipeta aforada de 5ml y colocarlos en un tubo de ensayo.

MATERIAL

Pipeta aforada de 5ml y tubo de ensayo.

OBSERVACIÓN

Al realizar la medición observamos que se produce una variación de volúmenes, al pasar el agua de la pipeta aforada al tubo de ensayo.

3. Colocar 50ml de agua medidos desde una bureta en una probeta de 100ml y comparar el volumen con las divisiones del cilindro.

MATERIAL

Usamos una pipeta Pasteur, probeta de 100ml, bureta de 25ml, vaso de precipitado, pie con pinza y embudo.

OBSERVACIÓN

Al medir 50ml de agua através de una bureta observamos que al llenar la probeta se produce una leve diferencia en el volumen.

4. Colocar en un vaso de precipitado de 250ml, 200ml de agua medidos con una probeta comparando los volúmenes.

MATERIAL

Vaso de precipitado de 250ml, probeta, pipeta Pasteur, matraz aforado, vaso de precipitado de 50ml y embudo.

OBSERVACIÓN

Debido al cambio realizado de la probeta al vaso de precipitado de 250ml se produce un cambio de volumen y por lo tanto se observa un error, ya que se sobrepasa de 200ml.

PRÁCTICA 1:RECONOCIMIENTO DEL

MATERIAL DEL LABORATORIO:MEDICIÓN DE VOLÚMENES

Realiza un inventario de los reactivos del laboratorio. Indica para cada uno de ellos las indicaciones y pictogramas de sus etiquetas.

Potasio Dicromato (K2Cr2O7)

Peso molecular: 294.19

PICTOGRAMA:

R 36/37/38-43

S 22-28a

Irrita los ojos, la piel y las vías respiratorias. Posibilidad de sensibilización en contacto con la piel. No respirar el polvo. En caso de contacto con la piel, lávese inmediata y abundantemente con agua.

Hierro (III) y sulfato de amonio (alumbre)

(SO4)2FeNH4.12H2O

Peso molecular: 482.21

PICTOGRAMA:

No posee frases R y S.



Cloruro de Amonio (ClNH4)

Peso molecular: 53.50

Químicamente puro

R:22 Nocivo por ingestión

PICTOGRAMA:

Ácido Sulfúrico (H2SO4)

0.5mol/L

R35 : Provoca quemaduras graves.

S : S26 : En caso de contacto con los ojos, lávense inmediata y abundantemente con

agua y acúdase a un médico.

S36/37/39 : Usense indumentaria y guantes adecuados y protección para los ojos/la cara.

S45 : En caso de accidente o malestar, acúdase inmediatamente al médico (si es

posible, muéstresele la etiqueta).

PICTOGRAMA:

L-Fenilalanina (C9H11NO2)

Para fines bioquímicos.

PICTOGRAMA

R28: Muy tóxico por ingestión.

R40: Posibles efectos cancerígenos.

Molaridad: 165.19g/mol

d- Potasio Oxalato 1- hidraton (COOK)2.H2O

Molaridad: 184.24

R: 21/22

S: 24/25

Nocivo en contacto con la piel y por ingestión. Evítese el contacto con los ojos y la piel.

PICTOGRAMA

Tolueno QP (C6H5CH3)

Molaridad: 92.14

Densidad: 1L-0.865Kg

Pureza: 1Kg-1.156L

PICTOGRAMA

R:11-38-48/20-63-65-67

S: 2-36/37-46-62

F: Fácilmente inflamable

Xn: Nocivo

Xi: Irritante

R 11-38-48/20-63-65-67: Fácilmente inflamable. Irrita la piel. Nocivo: riesgo de efectos graves para la salud en caso de exposición prolongada por inhalación. Posible riesgo durante el embarazo de efectos adversos para el feto. Nocivo: si se ingiere puede causar daño pulmonar. La inhalación de vapores puede provocar somnolencia y vértigo.

S 2-36/37-46-62: Manténgase fuera del alcance de los niños. Úsense indumentaria y guantes de protección adecuados. En caso de ingestión, acúdase inmediatamente al medico y muéstresle la etiqueta o el envase. En caso de ingestión no provocar el vomito: acúdase inmediatamente al medico y muéstrele la etiqueta o el envase.

Formaldehído ( HCHO)

Peso molecular: 30.03

36.5%-38% p/v

PICTOGRAMA

    










 R: 23/24/25-34-40-43

S: 1/2-26-36/37/39-45-51

Tóxico por inhalación, por ingestión y en contacto con la piel. Provoca quemaduras. Posibilidad de efectos irreversibles. Posibilidad de sensibilización en contacto con la piel. En caso de contacto con los ojos, lávenlos inmediata y abundantemente con agua y acúdase a un médico. Usen indumentaria y guantes de protección adecuados.

En caso de malestar, acuda al médico ( si es posible, muéstrele la etiqueta). Úselo únicamente en lugares bien ventilados.

Cobre III Sulfato 5- hidrato

peso molecular: 249.68

PICTOGRAMA

R: 22-36/38-50/53

S: 2-22-60-61

Nocivo por ingestión. Irrita los ojos y la piel. Muy tóxico para los organismos acuáticos, puede provocar a largo plazo efectos negativos en el medio ambiente acuático. No respirar el polvo. Elimínense el producto y su recipiente como residuos peligrosos. Evítese su liberación al medio ambiente. Recábense instrucciones específicas de la ficha de datos de seguridad.

Permanganato de potasio ( KMnO4)

peso molecular: 158.04

Densidad: 1L- 1.002Kg

Pureza: 1Kg-0.998L

PICTOGRAMA

R: Nocivo para los organismos acuáticos.

Ácido Clorhídrico ( HCl)

peso molecular: 36.46

Densidad: 1L1.046Kg

Pureza: 1Kg-0.956L

PICTOGRAMA

R: 36/37/38

S: 26

Irrita los ojos, la piel y las vías respiratorios. En caso de contacto con los ojos, lávense inmediata y abundantemente con agua y acúdase a un médico.

Éter Dietílico estabilizado con -6ppm de BHT QP (C2H5OC2H5)

Peso molecular: 74.12

Densidad: 1L- 0.715Kg

PICTOGRAMA

Extremadamente inflamable. Puede formar peróxidos explosivos. Nocivo por ingestión. La exposición repetida puede provocar sequedad o formación de grietas en la piel. La inhalación de vapor puede provocar somnolencia y vértigo. Consérvese el recipiente en lugar bien ventilado. Conservar alejado de toda llama o fuente de chispas. No fumar. No tirar los residuos por el desagüe. Evitese la acumulación de cargas electroestáticas.